Про поліпшення медичної допомоги хворим з гнійними хірургічними захворюваннями та посилення заходів з боротьби з внутрішньолікарняною інфекцією

4.1.2. В боксированном помещении стены должны быть окрашены масляной краской и выложены картельной плиткой, не должны иметь выступов, карнизов, трещин; пол в боксе и рабочий стол должны быть покрыты линолиумом, стенки и ножки стола - покрашены масляной краской.

4.1.3. Боксы оборудуют приточно-вытяжной вентиляцией (с преобладанием притока над вытяжкой), в них подается стерильный воздух, проходящий через бактериальные фильтры с материалом Петрянова.

4.1.4. В боксе и предбокснике устанавливают настольные (БОН) и потолочные (ОБП) ультрафиолетовые облучатели из расчета Вт удельной мощности ламп, создающих прямое излучение на 1 кв.м помещения. Облучатели размещают на высоте 2 - 2,5 м от пола.

4.1.5. Для тушения пожара в боксированном помещении должны быть в наличии противопожарные средства, углекислотные огнетушители типа ОУ-2 из расчета один огнетушитель на предбоксник и бокс.

4.2. Подготовка бокса, инструментов и персонала к работе.

4.2.1. Ежедневно до проведения работы помещения бокса и предбоксника подвергают тщательной обработке. Стены, пол, поверхности инвентаря протирают раствором, содержащим 3 % перекиси водорода и 0,5 % моющего средства ("Триас-А", "Прогресс", "Астра", "Лотос"). В случае обнаружения в воздухе грибов или споровых форм микроорганизмов, влажную уборку проводят 6 % раствором перекиси водорода с 0,5 % выше перечисленных моющих средств.

Внутреннюю поверхность настольного бокса обрабатывают также, как и помещение бокса. Через 45 - 60 минут после обработки в бокс вносят все необходимое для работы - материалы и инструменты, кроме образцов продукции.

4.2.2. Перед внесением материалов в настольном боксе включают вентиляцию на время, достаточное для обеспечения полного обмена воздуха в нем.

4.2.3. За 1,5 - 2 часа до начала работы в боксе и предбокснике на 1,5 - 1 час включают бактерицидные лампы.

4.2.4. Инструменты, посуду и спецодежду, используемые в работе, предварительно стерилизуют и тканевые изделия обрабатывают при следующем режиме: температура 132 град. C +-2 град. C, время стерилизационной выдержки - 20 мин.; изделия из резины (перчатки и т. д.) - при температуре 120 град. C +-2 град. C в течение 45 минут.

В процессе работы вспомогательный инструмент 2 - 3 раза заменяют новым стерильным комплектом.

4.2.5. Перед входом в бокс работники лаборатории тщательно моют руки теплой водой с мылом и щеткой, вытирают стерильным полотенцем, одевают в предбокснике на ноги бахилы, стерильные халаты, 4-слойные маски, шапочки, стерильные перчатки.

4.2.6. В процессе посева в боксе регулярно проверяют обсемененность воздуха. Для этого на рабочий стол ставят 2 чашки с мясо-пептонным агаром (МПА), открывая их на 15 минут, затем чашки помещают в термостат при температуре 37 град. C на 48 часов. Допускается более трех колоний неспорообразующих сапрофитов.

В случае роста на чашках более 3 колоний проведение дальнейших работ в данном боксе запрещается. В боксе дополнительно проводят тщательную обработку 6 % раствором перекиси водорода с 0,5 % моющего средства.

4.2.7. Контроль стерильности изделий проводят путем погружения в питательные среды. В исключительных случаях, когда необходимо проверить стерильность инструмента больших размеров, пробы забирают методом смыва стерильной марлевой салфеткой размером 5 х 5 кв.см, предварительно увлажненной стерильным физиологическим раствором или стерильной водопроводной водой.

4.2.8. Перед посевом исследуемый материал вносят в предбоксник, предварительно снимая наружную мягкую упаковку. В предбокснике пакеты, биксы протирают снаружи с помощью стерильного пинцета (корнцанга) стерильной салфеткой (ватным тампоном), обильно смоченной 6 % раствором перекиси водорода, перекладывают на стерильный лоток и оставляют на 30 минут. При поступлении изделий в мягкой упаковке первый слой снимают в предбокснике и изделия во внутренней упаковке сразу переносят в бокс.

4.2.9. Посевы на стерильность проводят бактериолог с помощью лаборанта.

5.1. Хирургический инструментарий с помощью стерильного пинцета извлекают из бикса или мягкой упаковки и целиком погружают в пробирки с питательными средами. Как исключение, в отдельных случаях, если все простерилизованные инструменты в одной упаковке крупных размеров (иглодержатели, ранорасширители и т. д.), производят смыв с поверхности инструмента стерильной салфеткой, смоченной в стерильном физиологическом растворе или стерильной водопроводной воде и погружают салфетку в пробирку с тиогликолевой средой. Аналогичные смывы с других инструментов засевают в пробирки со средой Хоттингера и Сабуро.

5.2. Методика посева на стерильность игл и шприцев.

Для контроля на стерильность отбирают шприцы малой емкости (1,0 или 2,0 мл) в условиях бактериологического бокса, с соблюдением правил асептики погружают в пробирки с питательными средами - отдельно цилиндр, поршень, иглы.

При необходимости контроля шприцев большой емкости (10, 20 мл и более) исследование стерильности производят методом смыва, при этом стерильной салфеткой, смоченной в стерильном физиологическом растворе или водопроводной воде, протирают с помощью пинцета внутренние части шприца и погружают салфетку в питательные среды.

5.3. Исследование на стерильность систем переливания крови многоразового использования.

От резинового шланга, ближе к игле, отрезают ножницами с помощью пинцета небольшие кусочки (1 - 2 см) и погружают в пробирки с питательными средами, иглу отдельно погружают в питательные среды.

5.4. Посев на стерильность катетеров, резиновых перчаток и др. изделий из резины и пластикатов.

Контроль стерильности зондов, катетеров, резиновых перчаток и других изделий из резины производят путем полного погружения мелких изделий в питательные среды, от более крупных с помощью стерильного пинцета стерильными ножницами отрезают небольшие кусочки (1 - 2 см) и погружают в питательные среды.

5.5. Посев на стерильность хирургического шовного материала.

Перед посевом емкость с отобранными образцами шовного материала в предбокснике протирают стерильной марлевой салфеткой, обильно смоченной 6 % раствором перекиси водорода, и оставляют на 30 минут. Затем вносят в бокс.

5.5.1. Кетгут. Подготовленный к работе кетгут в операционном блоке хранят в спиртовом растворе йода. Кетгут перед посевом подвергают специальной обработке для нейтрализации и отмывания нейтрализующего раствора. Моток кетгута, приготовленный для исследования, перекладывают стерильным карнцангом или пинцетом в стерильный 10 % раствор гипосульфита натрия. Раствор гипосульфита натрия готовят на дистиллированной воде, разливают в пробирки (колбы) по 20 - 30 мл, стерилизуют текучим паром по 30 минут в продолжении 3 дней. Кетгут выдерживают в растворе гипосульфита в течение 24 часов при комнатной температуре (возможно помутнение раствора за счет выпадения серы), затем перекладывают в пробирки с 20 - 30 мл стерильной дистиллированной воды, где также выдерживают в течение 24 часов в при комнатной температуре. Непосредственно перед посевом моток кетгута извлекают стерильным пинцетом и перекладывают в стерильную чашку Петри, с помощью пинцета и ножниц его разрезают на мелкие кусочки длиной 1 - 2 см и раздергивают для прорастания микроорганизмов кетгута.

Посев производят в 2 пробирки с тиогликолевой средой, 2 пробирки со средой Сабуро и 2 пробирки со средой Хоттингера, помещая в каждую пробирку по 4 - 5 кусочков исследуемого материала.

5.5.2. Шелк. Подготовленный к работе шелк в операционных хранят в спиртовом растворе, поэтому перед посевом шелк (лавсан) помещают на 24 часа в стерильную дистиллированную воду при комнатной температуре. Перед посевом моток шелка (лавсана) перекладывают в стерильные чашки Петри, разрезают на мелкие кусочки длинной 1 - 2 см. Посев шелка производят так же, как и кетгута.

5.6. Исследование на стерильность аппаратов экстракорпорального кровообращения.

Исследование на стерильность аппарата искусственного кровообращения проводит бактериолог и лаборант лечебно-профилактического учреждения в операционной после асептической уборки аппарата.

Контролю подлежат:

- смыв из аппарата;

- перфузат до перфузии;

- кровь после перфузии.

Стерильный физиологический раствор в количестве не менее 250 мл прогоняют через аппарат, подготовленный к операции, отбирают 100 мл раствора и засевают на питательные среды. Аналогично производят посев перфузата до перфузии и крови после перфузии.

5.7. Посев на стерильность перевязочного материала.

Бинты, ватные шарики, марлевые салфетки, турунды и т. п. отбирают из разных мест бикса стерильным пинцетом. Мелкие изделия целиком погружают в пробирки с питательными средами. От бинтов (внутренних частей) и крупных марлевых салфеток с помощью стерильных ножниц отрезают кусочки и погружают в пробирки питательными средами. На каждый вид перевязочного материала используют по 2 пробирки каждой среды.

5.8. Посев на стерильность хирургического белья.

Простерилизованными и фламбированными ножницами (смоченными в спирте и проведенными через пламя горелки) с помощью пинцета от хирургического белья отрезают небольшие кусочки ткани (завязка, внутренние швы и т. п.) и погружают в пробирки (колбы) с питательными средами, по-возможности, не касаясь стенок пробирки (колбы).

Материал стерилен при отсутствии роста во всех посевах.

Материал не стерилен при росте микрофлоры.

Смывы с кожи операционного поля и рук хирургов производят стерильными марлевыми салфетками размером 5 х 5 см, смоченными в 2 % растворе нейтрализатора (если таковой имеется) или в физиологическом растворе. Марлевой салфеткой тщательно протирают ладони, околоногтевые и межпальцевые пространства обеих рук. После забора проб марлевую салфетку помещают в широкогорлые пробирки или колбы с раствором нейтрализатора (воды или физиологического раствора) и стеклянными бусами, встряхивают в течение 10 минут, производят отмыв марлевой салфетки. Отмывную жидкость засевают глубинным способом по 0,5 мл на 2 чашки Петри с мясо-пептонным агаром, а марлевую салфетку - в 0,5 % сахарного бульона. Посевы инкубируют при температуре 37 град. C в течение 48 часов.

Кожа и руки стерильны при отсутствии роста микроорганизмов как на твердой, так и на жидкой питательной среде.

1.1. Состав.

Гидролизат казеина (в пересчете на сухой остаток) - 15 г;

дрожжевой экстракт (10 % в пересчете на сухой остаток) - 5 г;

натрий хлорид - 2,5 г;

глюкоза - 5 г;

цистин - 0,75 г;

тиогликолевая кислота - 0,3 мл;

раствор резазурина 1:1000 свежеприготовленный - 1 мл;

агар-агар дальневосточный - 0,75 г;

вода дистиллированная до 1000 мл;

pH среды после стерилизации 7,0 - 7,2.

1.2. Приготовление.

Смешивают все компоненты среды, кроме глюкозы и тиогликолевой кислоты.

Цистин предварительно растворяют в небольшом количестве дистиллированной воды при постепенном добавлении 10 - 20 % раствора едкого натра до его полного растворения. Смесь подщелачивают 10 % раствором едкого натра до pH 8,0 - 8,2, кипятят в котле с паровой рубашкой или на открытом огне при постоянном перемешивании до расплавления агар-агара 5 - 10 минут. Можно автоклавировать 20 минут при 100 град. C, затем прибавляют горячую воду до первоначального объема, прибавляют глюкозу и тиогликолевую кислоту, фильтруют через полотно, устанавливают pH 7,2 - 7,3. Добавляют раствор резазурина, смешивают и разливают в стерильные пробирки по 20 мл. Стерилизуют 20 минут при 120 град. C.

Тиогликолевую среду можно хранить до посева, предохраняя ее от света, при комнатной температуре в течение не более 7 суток со дня приготовления.

Примечание:

1. Допускается приготовление среды без раствора резазурина натрия.

2. Допускается применение других сортов агара, но с заранее вытитрованным количеством.

2.1. Состав.

Панкреатического гидролизата казеина (в пересчете на сухой остаток) - 15 г;

дрожжевого экстракта (10 %) (в пересчете на сухой остаток) - 5 г;

глюкозы - 5 г;

натрия хлористого (с учетом содержания в гидролизате) - 5 г;

агар-агара (в зависимости от плотности агара) - 10 - 20 г;

воды дистиллированной - до 1000 мл;

pH среды после стерилизации 7,2 - 7,4.

2.2. Приготовление.

Смешивают все компоненты среды, кроме глюкозы, подщелачивают 10 - 20 % раствором aOH до pH 8,0 - 8,2 и оставляют на 20 - 30 минут для набухания агар-агара. Затем его расплавляют в автоклаве текучим паром или в открытом котле с подогреванием в течение 30 минут, отстаивают 20 - 30 минут, отфильтровывают через ватный фильтр. На полученный после фильтрации объем среды добавляют глюкозу, устанавливают pH 7,3 - 7,5, разливают в стерильные пробирки по 5 мл. Стерилизуют при 110 - 112 град. C (0,5 ати) - 30 минут.

Химические показания:

аминный азот 30 - 110;

хлориды 0,5 - 0,6 %.

Агар годен для применения в течение 3 месяцев при хранении в холодильнике (4 - 10 град. C) или 1 месяц при комнатной температуре.

3.1. Состав

Мясной перевар по Хоттингеру до разведения аминного азота на 140 - 160 мг %;

натрий хлористый - 0,5 %;

глюкоза - 0,5 % (1,0 %);

вода дистиллированная - до 1000 мл;

pH среды 7,2 - 7,4.

3.2. Приготовление.

Смешивают мясной перевар по Хоттингеру с водой в таком соотношении, чтобы в среде содержалось 140 - 160 мг % аминного азота, добавляют хлористый натрий. Смесь подщелачивают 10 % aOH до pH 8,0 - 8,2, кипятят на открытом огне 10 минут или автоклавируют при 100 град. C 10 минут. Если есть выкипание, доводят объем до первоначального кипяченой или дистиллированной водой. Фильтруют через ватный тампон, прибавляют 0,5 % (1,0 %) глюкозы, устанавливают pH 7,3 - 7,5 добавлением 5 % HCl. Снова фильтруют через бумажный фильтр или полотно "Бельтинт". Разливают в стерильную посуду.

Стерилизуют при 110 град. C 30 минут.

4.1. Состав.

Сухой пептон ферментативный 10 г;

глюкоза или мальтоза 100 г;

вода дистиллированная до 1000 г;

pH среды после стерилизации 5,5 - 5,8.

4.2. Приготовление.

В воду добавляют пептон и кипятят 10 минут. Фильтруют через полотно "Бельтент". К полученному объему после фильтрами прибавляют глюкозу или мальтозу. Если pH выше чем 5,7, то следует подкислить 5 % раствором HC до pH 5,7.

Разливают в стерильные пробирки по 10 мл.

Стерилизуют при 110 (0,5 кгс/кв.см - 30 минут).

Для контроля стерильности питательные среды после изготовления и стерилизации помещают в термостат при температуре 37 град. C на двое суток.

Сахарный бульон Хоттингера и среду Сабуро контролируют полностью (всю приготовленную серию пробирок или колб).

Тиогликолевая среда, выдержанная при повышенной температуре, до использования не допускается, поэтому от каждой серии отбирают 1 % от общего числа пробирок или колб и выдерживают их в термостате при температуре 37 град. C в течение 2-х суток. Для контроля стерильности эту часть сред не используют.

Новую посуду для мытья кипятят в слабом растворе (1 - 2 %) соляной кислоты во избежания дальнейшего выщелачивания стекла.

Мытье производят ершами с мылом и содой, затем тщательно промывают проточной и ополаскивают дистиллированной водой, что предупреждает выпадение содовых остатков при высушивании.

Приготовленную и высушенную посуду завертывают в бумагу и стерилизуют.

1.1. Инструкция предназначена:

Для руководителей:

- лечебно-профилактических учреждений, в составе которых имеются отделения хирургического профиля, палаты или отделения реанимации и интенсивной терапии;

- для работников санитарно-эпидемиологических станций;

- для работников бактериологических лабораторий.

1.2. В последние два десятилетия наблюдается рост внутрибольничных инфекций, одним из возбудителей которых является патогенный стафилококк.

1.3. По принятой классификации семейством Micrococaccas включает 3 рода: Micrococaccas, Staphylococcus, Planococcus.

1.4. Для медицинской практики наиболее важно дифференцировать стафилококки от микрококков, которые имеют сходную со стафилококком морфологию клеток и нередко выделяются из одних и тех же объектов.

1.5. Род Syaphylococcus состоит из трех видов: St.aureus, St.epidermidis, St.saprophyticus.

1.6. В настоящее время четко показано этиологическое значение при гнойно-септических заболеваниях вида St.aureus.

Роль вида St.epidermidis значительно меньше и возможна у ослабленных больных, лиц, страдающих диабетом, получающих большие дозы рентгено- и радиотерапии, а также при заболеваниях мочевыводящих путей.

1.7. Распространение стафилококковой инфекции происходит воздушнокапельным и контактными путями.

1.8. Основным источником стафилококковой инфекции в лечебно-профилактических учреждениях является человек (больной или здоровый бактерионоситель) из числа:

- больных гнойно-септическими острыми и хроническими процессами;

- медицинского и обслуживающего персонала (с локализацией возбудителя на слизистых оболочках носа, зева, на коже и в раневой поверхности).

1.9. Одной из мер профилактики внутрибольничных осложнений является своевременная изоляция больных и выявление носителей патогенного стафилококка с последующей санацией.

2.1. Каждый сотрудник, поступающий на работу в лечебно-профилактическое учреждение, проходит полный медицинский осмотр и включающий обследование отоларингологом и стоматологом.

2.2. Работающий персонал должен быть взят под диспансерное наблюдение для своевременного выявления и излечения кариозных зубов, хронических воспалительных очагов в верхних дыхательных путях и ротовой полости, субтрофических состояний слизистых носа и зева, а также своевременного выявления носительства персоналом St.aureus (1 раз в 6 месяцев - плановое обследование).

2.3. При проведении плановых бактериологических обследований обязательным является исследование слизи из передних отделов носа. Исследование слизи зева может проводиться выборочно. Забор материала проводит старшая сестра лечебно-профилактического учреждения. Результаты плановых бактериологических исследований и обследований ЛОР-специалистом и стоматологом должны четко фиксироваться в индивидуальной карте сотрудника лечебно-профилактического учреждения.

2.4. Приготовление санирующих средств осуществляют аптеки лечебно-профилактических учреждений.

2.5. Перед проведением санации носители проходят обязательную консультацию у специалистов отоларингологов, т. к. в определенной проценте они страдают аллергическими или хроническими заболеваниями верхних дыхательных путей, тонзиллитами и т. д., требующими обязательного специального лечения.

3.1. Обязательному бактериологическому исследованию подвергают слизь из передних отделов носа; исследование слизи из зева проводят по показаниям, прежде всего при наличии воспалительных процессов в зеве.

3.2. Забор материала из передних отделов носа осуществляют одним стерильным ватным тампоном из обеих половин носа. Сбор материала из зева проводят с поверхности миндалин стерильным ватным тампоном либо путем смыва. В последнем случае обследуемый полощет горло 5,0 мл стерильного физиологического раствора. Смыв собирают в стерильную колбу (желательно с бусами), закрывают пробкой и встряхивают в течение 10 - 15 минут до получения однородной суспензии. При этом обязательным условием является взятие материала натощак (не ранее, чем через 2 - 3 часа после приема пищи).

3.3. Посев исследуемого материала на питательные среды должен проводиться не позже чем через 2 часа после его забора.

3.4. Для первичного посева предпочтение должно быть отдано желточно-солевому агару (ЖСА) или желточно-молочно-солевой среде. Одновременно параллельный посев на молочно-солевой агар проводить не целесообразно. При целенаправленных исследованиях на стафилококк применение кровяных сред не обязательно.

3.5. Посев проводят тампоном, которым забирали материал. Тампон следует многократно поворачивать, чтобы перенести на питательную среду максимальное количество взятого материала. При посеве смыва из зева на питательную среду наносят 0,1 мл жидкости и растирают по поверхности среды шпателем.

3.6. При исследовании слизи из верхних дыхательных путей предварительное подращивание смывов в солевом или сахарном бульоне проводить не следует. Такое подращивание не позволит иметь истинного представления о массивности обсеменения верхних дыхательных путей, что имеет значение при характеристике источников стафилококковой инфекции.

4.1. Взятый тампоном материал помещают в пробирку с 0,5 мл стерильного физиологического раствора. Тампон ополаскивают в жидкости встряхиванием пробирки в течение 10 минут, затем отжимают о внутренние стенки пробирки и удаляют. Жидкость многократно перемешивают пипеткой. Отдельной пипеткой на чашку с БСА наносят 0,1 мл исследуемого смыва и тщательно растирают шпателем. Чашки оставляют в термостате на 2 суток, после чего подсчитывают общее число выросших колоний и отдельно колоний различной морфологии. Особое внимание обращают на колонии, обладающие лецитовителлазной активностью.

4.2. Определение числа снятых на тампон колоний проводится следующим образом: если на чашке с ЖСА после посева 0,1 мл смывной жидкости выросло 15 однородных колоний, а идентификация двух колоний позволила отнести их к St.aureus одного и того же фаготипа, то это дает основание считать все выросшие на чашке колонии, идентичные по морфологии и пигменту, принадлежащими к St.aureus одного фаготипа.

Пример расчета: в 0,1 мл содержалось 15 колоний, следовательно во всем объеме смыва будет 15 х 10 х 5 = 750 колоний или 7,5 х 10 (2).

4.3. Массивность применения, выражающаяся показателем 100 микробных клеток, снимаемых на тампон, является показателем умеренной обсемененности верхних дыхательных путей. При таком обсеменении выделение возбудителя во внешнюю среду, как правило, не имеет места.

4.4. Обсемененность, выражающаяся показателем 1000 и более микробных клеток, снимаемых на тампон, является показателем высокой обсемененности, при которой происходит выделение возбудителя во внешнюю среду, как при различных экспираторных актах, так и при спокойном дыхании.

4.5. В качестве ориентировочного определения массивности обсеменения верхних дыхательных путей можно пользоваться оценкой роста колоний на чашках при прямом посеве в крестах, обозначая:

++++ сливной рост (*);

+++ сплошной рост изолированных колоний (*);

++ значительный рост (до 100 колоний);

+ единичные колонии (10 - 25).

5.1. Первый день. Посев на элективные среды (желточно-солевой, молочно-солевой или молочно-желточно-солевой агар). Засеянные среды выдерживают в термостате при 37 град. C в течение 2 суток, либо одни сутки в термостате и дополнительно 24 часа на свету при комнатной температуре.

5.2. Второй - третий день. Просмотр чашек, фиксация в журнале характера и массивности роста. На вышеуказанных средах стафилококк растет в виде круглых, блестящих, маслянистых, выпуклых, пигментированных колоний. На средах, содержащих желток, St.aureus, выделений от человека, в 60 - 70 % случаев образует радужный венчик вокруг колонии (положительная лецитовителлазная реакция). Стафилококки животного происхождения дают положительную лецитовителлазную реакцию в 5 - 10 % случаев.

5.3. Отвивка на скошенный агар для дальнейшего исследован не менее 2-х колоний, подозрительных на стафилококк. Для исследования отвиваются прежде всего колонии, дающие положительную лецитовителлазную реакцию. При отсутствии на чашках таких колоний дальнейшему исследованию подвергают пигментированные колонии, схожие по морфологии со стафилококком. При одновременном наличии на чашках колоний стафилококка, отличающихся по пигменту, следует отвивать не менее двух колоний различного вида; пробирки с посевом помещают в термостат при 37 град. C на 18 - 20 часов.

5.4. Четвертый день. После суточной инкубации у выделенных штаммов проверяют морфологию, тинкториальные свойства (окраска по Граму) и наличие плазмокоагулирующей активности. Следует отметить, что характер роста культуры на скошенном агаре в ряде случаев дает возможность "предвидеть" принадлежность ее к виду St.aureus или St.epidermidis. Первые, как правило, дают обильный равномерный, сочный рост, вторые - очень скудный и неравномерный рост по ходу посева. Окраска по Граму проводится общепринятым методом. Под микроскопом окрашенные по Граму стафилококки имеют вид фиолетово-синих кокков, располагающихся гроздьями или небольшими кучками ("кружево"). Плазмокоагулирующая активность проверяется в реакции коагуляции плазмы (РКП).

5.5. С учетом результатов РКП и лецитовителлазной активности в 70 - 75 % случаев на четвертый день исследования может быть подтверждена принадлежность выделенного штамма к виду St.aureus и выдан соответствующий ответ. Возможные варианты сочетаний результатов отделения плазмокоагулирущей и лецитовителлазной активности представлены на схеме 1.

5.6. Если культура обладает плазмокоагулирующей и лецитовителлазной активностью, выдается ответ о выделении St.aureus без проведения дополнительных исследований. Если культура обладает только плазмокоагулирующей или только лецитовителлазной активностью, то для окончательного ответа требуется определение других признаков патогенности (ферментация маннита в анаэробных условиях - АФМ или ДНКазной активности). В этих случаях ответ выдается в зависимости от результатов, полученных при определении названных признаков.

5.7. Если культура не обладает ни плазмокоагулирующей, ни лецитовителлазной активностью и выделяется из слизи верхних дыхательных путей практически здоровых лиц, то может быть выдан ответ о выделении St.epidermidis без проведения дополнительных исследований. Однако, следует помнить, что в 1 - 2 % случаев речь может идти о выделении культуры St.aureus, лишенной основного видового признака - способности коагулировать плазму.

5.8. Определение антибиограммы проводится только после выделения чистой культуры по показаниям (выбор способа лечения и т. д.). Выделение культуры St.aureus подлежат фаготипированию.

В случае необходимости на 4-й день исследования может быть поставлена реакция определения ДНКазной активности или анаэробной ферментации маннита.

5.9. Пятый день. Учет результатов фаготипирования, определения чувствительности к антибиотикам, ДНКазной активности. Окончательная выдача ответа.

6.1. Для санации персонала (ежедневной) необходимо использовать следующие санирующие средства (фурацилин 1:5000, риванол 1:5000, 1 % борная кислота, марганцево-кислый калий (розово-красный раствор), Люголя (водный или на глицерине), настои листьев эвкалипта, лизоцим, стафилококковый бактериофаг (приложение 1).

6.2. Для санации персонала в период эпидемиологического благополучия необходимо использовать гексахлорофен (1 %), трибаск (3 %), хлорофилипт (приложение 1).

6.3. Для получения наиболее эффективных результатов санации бактерионосителей следует проводить смену санирующих средств через каждые 7 дней.

6.4. В период эпидемиологического неблагополучия (вспышка ОРЗ, подъем заболеваемости внутрибольничными инфекциями, значительная обсемененность стафилококками предметов окружающей среды и т. п.) в лечебно-профилактических учреждениях следует санировать весь персонал учреждения одномоментно.

6.5. В тех случаях, когда невозможно добиться санацией снижения или полного избавления от носительства стафилококка, необходимо настаивать на правильном ношении маски, закрывающей рот, нос и волосы. При этом необходимо иметь график ношения масок и проводить смену масок каждые три часа.

6.6. При отсутствии положительных результатов при лечении хронических воспалительных заболеваний верхних дыхательных путей и полости рта медицинских работников переводят на другую работу.

Условные обозначения:

РКП - реакция плазмы;

ЛВА - лецитовителлазная активность;

АСМ - анаэробное сбраживание маннита;

ДНК - дезоксирибонуклеазная активность;

+ положительный результат;

- отрицательный результат.

Для реакции может быть использована свежеприготовленная или сухая цитратная плазма крови кролика*. Человеческая плазма менее пригодна для постановки реакции. В ней могут содержаться лекарственные препараты, консерванты, антитела, препятствующие выделению стафилококковой коагулазы.

Для приготовления цитратной кроличьей плазмы у кролика берут из сердца 8,0 мл крови и вносят ее в пробирку с 2,0 мл стерильного 5 % лимонно-кислого натрия (предварительно лимонно-кислым натрием смачивают внутренние стенки пробирки). Смесь перемешивают вращением пробирки и ставят в холодильник. После полного осаждения форменных элементов крови плазма отсасывается в стерильную пробирку и пригодна для постановки реакций в течение 1 - 1,5 недель при условии ее хранения в холодильнике при температ. +4 град. C.

При использовании сухой плазмы годными к употреблению являются только те ампулы, целость которых не нарушена. В каждой ампуле содержится 1 мл высушенной кроличьей плазмы. Перед употреблением ампулу вскрывают и добавляют 1 мл стерильного физиологического раствора для растворения содержимого ампулы. Растворение сухой плазмы происходит медленно и требует осторожного помешивания пастеровской пипеткой.

Для реакции применяют плазму в разведении 1:5 в количестве 0,5 мл (на 1 мл плазмы добавляют 4 мл стерильного физиологического раствора).

Разведенную плазму разливают в стерильные пробирки (без пробок) по 0,5 мл и в каждую вносят по одной петле 18 - 20 часовой агаровой культуры стафилококка (или к 0,5 мл плазмы добавляют 0,5 мл 18 часовой бульонной культуры стафилококка).

Контроль реакции ставится с заведомо коагулазоположительной и коагулазоотрицательной культурой. Кроме того, для исключения самопроизвольного свертывания плазмы необходимо также ставить контроль незасеянной плазмы. Пробирки помещают в термостат при 37 град. C и проверяют наличие свертывания плазмы через 3 часа, затем пробирки вынимают, оставляют при комнатной температуре на 18 - 20 часов. Окончательный учет реакции проводится на следующий день.

Оставлять реакцию в термостате более 3 часов не рекомендуется, поскольку при длительной инкубации в термостате может наступить разжижение образовавшегося сгустка за счет действия фибринолизина. Реакция считается положительной независимо от степени свертывания плазмы - от небольшого сгустка, взвешенного в плазме, до полного неподвижного сгустка. Реакция в контроле должна быть выражена четко: наличие сгустка с культурой золотистого стафилококка и отсутствие его в 2 других пробирках.

РКП может быть поставлена в ускоренной модификации, предложенной Ульянищевой Л.Н. и Кучуриным А.В., которая сводится к следующему: сразу же после обвивки с чашки на скошенный агар колоний подозрительных на стафилококк, в пробирку добавляется 0,5 мл плазмы в разведении 1:5. Плазму следует добавлять стерильно, внося ее по стенке противоположной скошенному агару. Пробирки помещают в термостат при 37 град. C на 18 - 20 часов, после чего производят учет реакции. Верхняя часть скошенного агара с выросшей культурой может быть использована в дальнейшем для определения других свойств выделенного штамма. Для постановки реакции не рекомендуется использовать свежеприготовленный скошенный агар, который имеет конденсат, дающий дополнительное разведение плазмы.

Если культура обладает плазмокоагулирующей активностью, то в пробирке образуется сгусток плазмы. Отсутствие сгустка свидетельствует об отрицательной реакции плазмокоагуляции. К каждому опыту необходимо ставить контроли, как отмечено выше. Опыты, давшие сомнительный результат в контроле, подлежат повторению. Постановка РНП в ускоренной модификации позволяет на сутки раньше получить ответ о принадлежности выделенного штамма к тому или иному виду стафилококка.

Для постановки реакции используется 2 % агар на переваре Хоттингера или приготовленный из сухого питательного агара (pH 8,6). Агар разливают во флаконы по 150,0 мл. По мере надобности агар растапливают и в него добавляется ДНК (дезоксирибонуклеиновая кислота) из расчета 2 мг на 1 мл среды. Во флакон, содержащий 150,0 мл среды, следует добавить 300,0 мг ДНК. Предварительно ДНК растворяют в дистиллированной воде, подщелоченной IN NaOH. Растворение ДНК в воде без добавления щелочи происходит не полностью. Агар с добавленной ДНК стерилизуют текучим паром в течение 30 минут. Стерильная среда может храниться в холодильнике в течение 1,5 - 2 месяцев. Перед разливом чашек агар растапливают, добавляют хлористый кальций из расчета 0,8 мг на 1 мл среды (на 150,0 мл среды следует добавить 1,2 мл продажного стерильного 10 % хлористого кальция). На хорошо подсушенную чашку засевают полоской от 10 до 20 культур стафилококка. Чашки помещают в термостат при 37 град. C 18 - 20 часов, после чего их заливают 5,0 - 7,0 мл IN HCl. Учет реакции проводится после 7 - 10 минутного контакта кислоты со средой, которая перед учетом реакции сливается.

Соляная кислота, реагируя с ДНК, содержащейся в среде, образует непрозрачный белый преципитат. Если исследуемый штамм выделяет в среду ДНКаза, то последняя деполимеризует ДНК. Вследствие этого при обработке соляной кислотой вокруг таких культур образуется прозрачная зона, содержащая продукты расщепления ДНК, которые не осаждаются соляной кислотой. Хотя ширина прозрачных зон вокруг засеянных колоний может быть различной чашечный метод определения ДНКазной активности является качественным тестом. При оценке реакции на ДНКаза возможны следующие варианты:

1. Наличие четкой зоны просветления среды - положительная реакция.

2. Полное отсутствие зоны просветления среды - отрицательная реакция.

3. Наличие нечеткой, небольшой зоны просветления среды - сомнительная реакция. В данном случае реакцию необходимо повторить.